Phần 1: Tác Dụng Của Astaxanthin Từ Phaffia rhodozyma Trong Khẩu Phần Ăn Đối Với Năng Suất Tăng Trưởng, Phân Tích Caroten, Các Thông Số Sinh Hóa Và Sinh Lý Miễn Dịch, Hệ Vi Sinh Vật Đường Ruột Và Khả Năng Kháng Bệnh Ở Tôm Sú Penaeus monodon

Tóm tắt

Nghiên cứu này nhằm mục đích điều tra tác động của Astaxanthin (Ast) chiết xuất từ Phaffia rhodozyma đối với hiệu suất tăng trưởng, tỷ lệ sống, hàm lượng caroten, hoạt tính của các enzym liên quan đến miễn dịch và chống oxy hóa, so sánh hệ vi sinh vật đường ruột và khả năng kháng bệnh đối với Vibrio parahaemolyticus ở tôm sú Penaeus monodon. Tôm con (trọng lượng trung bình 3,15 ± 0,12g) được cho ăn 6 khẩu phần thí nghiệm bổ sung 0 (Đối chứng), 20.5, 41, 61.5, 82 và 102.5 mg/ kg Ast (được định nghĩa là khẩu phần A–D) 3 lần trong 56 ngày. Kết quả chỉ ra rằng tôm được cho ăn bổ sung Ast đã cải thiện đáng kể hiệu suất tăng trưởng so với đối chứng (p<0,05). Hơn nữa, tỷ lệ sống tăng đáng kể (p<0,05)  và giảm tỷ lệ chuyển đổi thức ăn (FCR) đã chứng minh tác dụng có lợi của Ast trong khẩu phần ăn đối với việc tăng cường sử dụng chất dinh dưỡng và cuối cùng là cải thiện tốc độ tăng trưởng và tỷ lệ sống của tôm. Hơn nữa, tôm được cho ăn với Ast bao gồm cả khẩu phần ăn có màu đỏ đậm hơn so với đối chứng, phù hợp với mức tăng đáng kể (p<0,05) bị ảnh hưởng bởi khẩu phần ăn bổ sung Ast. Khẩu phần ăn tăng hàm lượng Ast một cách đáng kể (p<0,05) đã làm tăng sức đề kháng của tôm khi cảm nhiễm V. parahaemolyticus theo kết quả LT₅₀ trong nghiên cứu này, điều này có thể là do tổng hàm lượng caroten trong mô tôm tăng lên từ tất cả các nghiệm thức bổ sung Ast. Ngược lại, sự đa dạng sinh học và sự phong phú của hệ vi sinh vật đường ruột không bị ảnh hưởng bởi Ast trong khẩu phần ăn. Hiệu suất tăng trưởng, tình trạng chống oxy hóa, đáp ứng miễn dịch và tích lũy caroten tốt nhất đã được quan sát thấy ở khẩu phần ăn E và F trong số tất cả các nghiệm thức bổ sung Ast. Nhìn chung, tất cả các dữ liệu cho thấy rằng khẩu phần ăn Ast đóng một vai trò quan trọng trong việc cải thiện hiệu suất tăng trưởng, đạt được màu sắc mong muốn, tăng hàm lượng caroten và duy trì tình trạng sức khỏe tôm tốt hơn. Dựa trên những tác động tích cực này, chiết xuất Ast từ P. rhodozyma có thể giành được sự tin tưởng của người tiêu dùng như một nguồn tự nhiên và cung cấp một giải pháp thay thế tiềm năng cho Ast tổng hợp sử dụng trong ngành nuôi tôm sú Penaeus monodon.

1. Giới thiệu

Tôm sú Penaeus monodon, một trong những loài tôm He được nuôi chính trên toàn thế giới, phân bố rộng rãi ở bờ biển phía đông nam Trung Quốc. Người tiêu dùng rất ưa chuộng tôm sú P. monodon do giàu dinh dưỡng, hương vị thơm ngon nên nhu cầu sử dụng tăng dần. Trong những năm gần đây, do thiếu nguồn nước và đất đai, hoạt động thâm canh đã phát triển nhanh chóng để đáp ứng nhu cầu của thị trường (Biao và Yu, 2007; Zhang và cộng sự, 2017). Tuy nhiên, mật độ cho ăn cao hơn và lượng thức ăn đầu vào quan trọng hơn kéo theo một loạt vấn đề, chẳng hạn như suy giảm chất lượng nước, bùng phát dịch bệnh và màu sắc cơ thể nhạt đi (Chien và Jeng, 1992; Verdegem, 2013; Bossier và Ekasari, 2017; Dauda, 2020). Trong quá trình nuôi thâm canh, môi trường ao nuôi biến động có thể tạo ra nhiều yếu tố môi trường khác nhau (ví dụ: thiếu oxy, nồng độ amoniac và nitrit cao), ức chế hệ thống phòng thủ chống oxy hóa và khiến tôm dễ mắc các bệnh khác nhau (Zhang và cộng sự, 2013). Trong khi đó, sự bùng phát của vi khuẩn gây bệnh và bệnh do virus sẽ ảnh hưởng tiêu cực đến sự tăng trưởng và tỷ lệ sống, dẫn đến thiệt hại kinh tế lớn và cản trở sự phát triển của nuôi trồng thủy sản P. monodon (Soonthornchai và cộng sự, 2009; Han và cộng sự, 2015). Màu sắc của thịt tôm là chỉ tiêu quan trọng có thể đánh giá tình trạng sức khỏe và chất lượng, ảnh hưởng trực tiếp đến sự lựa chọn của khách hàng trong siêu thị (Brun và Vidal, 2006). Vì bản thân động vật giáp xác không thể tổng hợp sắc tố nên loại, số lượng và thời gian tồn tại của sắc tố trong thức ăn quyết định màu sắc của thịt và bề mặt (Wade và cộng sự, 2017). Do đó, điều quan trọng là bổ sung chất chống oxy hóa và sắc tố để ngăn ngừa và quản lý các vấn đề công nghiệp có thể xảy ra trong quá trình nuôi trồng thủy sản thâm canh.

Astaxanthin (Ast) là một loại ketocarotenoid đối xứng, được gọi là caroten xanthophyll, sản phẩm cuối cùng của quá trình tổng hợp caroten và phân bố rộng rãi trong tự nhiên (Pashkow và cộng sự, 2008). Do chứa các nhóm chức năng ketone và hydroxyl, hợp chất này sở hữu một số đặc tính sinh học, bao gồm tác dụng chống oxy hóa, tác dụng điều hòa miễn dịch, đặc tính chống viêm, ngăn ngừa bệnh tật và tác dụng tạo màu (Pashkow và cộng sự, 2008; Takahashi và cộng sự, 2011). Các nghiên cứu ban đầu cho thấy rằng Ast trong khẩu phần ăn có thể làm tăng tỷ lệ sống, nâng cao khả năng chống oxy hóa và cải thiện năng suất tăng trưởng của tôm sú P. monodon (Torrissen, 1995; Chien và cộng sự, 2003). Một số báo cáo đã chứng minh rằng Ast trong khẩu phần ăn có thể tăng cường đáng kể khả năng chống chịu của tôm đối với nhiệt độ thấp, độ mặn thấp, tình trạng thiếu oxy và stress amoniac (Chien và cộng sự, 2003; Pan và cộng sự, 2003; Chien và Shiau, 2005; Flores và cộng sự, 2007; Niu và cộng sự, 2009). Ngoài ra, việc bổ sung Ast vào thức ăn có thể làm sẫm màu cơ thể của động vật thủy sản, chẳng hạn như Oncorhynchus mykiss (Mora và cộng sự, 2006), Amphilophus citrinellus × Cichlasoma synspilum (Li và cộng sự, 2018), Portunus trituberculatus (Han và cộng sự, 2018), và Marsupenaeus japonicus (Wang và cộng sự, 2018b).

Ast được tổng hợp de novo bởi vi khuẩn, vi tảo và một số thực vật trong tự nhiên. Các sản phẩm thương mại chủ yếu có nguồn gốc từ các nguồn tự nhiên và tổng hợp hóa học (Ho và cộng sự, 2018; Jin và cộng sự, 2018). Phaffia rhodozyma, một loại men đỏ, là một trong những nguồn Ast tự nhiên quan trọng (Andrewes và cộng sự, 1976; Lorenz và Cysewski, 2000). Do có ưu điểm là có chu trình nuôi chủ yếu sử dụng đường sucrose, glucose làm nguồn carbon, lên men trong điều kiện mật độ cao, không biến thành vitamin A độc hại trong cơ thể nên P. rhodozyma là nguồn Ast tiềm năng có giá trị thương mại mà sẽ được sử dụng rộng rãi trong nuôi trồng thủy sản (Mata-Gomez và cộng sự, 2014). Trong những năm gần đây, Ast từ P. rhodozyma đã được sử dụng để thúc đẩy hiệu suất tăng trưởng, hoạt động chống oxy hóa, chất lượng thịt và phản ứng chống viêm của động vật (Takahashi và cộng sự, 2011; Perenlei và cộng sự, 2015), chẳng hạn như lợn vỗ béo (Yang, 2006), gà đẻ (Lorenz và Cysewski, 2000; Akiba và cộng sự, 2008), cá hồi vân (Nakano và cộng sự, 1999). Tuy nhiên, không có nghiên cứu nào tập trung vào tác động của khẩu phần ăn P. rhodozyma đối với tôm sú P. monodon. Do đó, mục đích của nghiên cứu này là điều tra ảnh hưởng của Ast từ P. rhodozyma về năng suất sinh trưởng, đáp ứng miễn dịch không đặc hiệu, hệ vi sinh vật đường ruột và khả năng kháng bệnh đối với vi khuẩn Vibrio parahaemolyticus ở tôm sú P.monodon.

2. Vật liệu và phương pháp

2.1. Chuẩn bị Astaxanthin và xây dựng khẩu phần ăn thử nghiệm

Phaffia rhodozyma (Ast chứa: 0,41% chất khô, do Lida Biotech Co., Ltd, Uy Hải, Trung Quốc sản xuất) được sử dụng làm nguồn Ast tự nhiên cho nghiên cứu này.

6 khẩu phần ăn thí nghiệm giàu nitơ và đồng thời lipid được xây dựng với các mức phân loại (0, 20,5, 41, 61.5, 82 và 102.5 mg/ kg khẩu phần ăn) của Ast (Bảng 1, được định nghĩa lần lượt là A–D). Bột cá, bột đậu nành và bột đậu phộng được bổ sung để đáp ứng nhu cầu protein của tôm con. Dầu cá cung cấp lipid chính. Bột mực và dầu lecithin đậu nành được sử dụng làm nguồn cung cấp cholesterol và phospholipid. Ngoài ra, các thành phần khác cũng được bổ sung nhằm đáp ứng nhu cầu thiết yếu cho tôm giống. Thành phần cơ bản (9.51% độ ẩm, 45.68% protein thô, 5.50% lipid thô và 11.52% tro) và hàm lượng Ast (1,41%) của khẩu phần thí nghiệm được mô tả trong Bảng 2. Tất cả các nguyên liệu khô cho khẩu phần thí nghiệm được trộn kỹ sau khi nghiền và cho qua sàng 80 mắt lưới. Các chất lipid được thêm vào trong khi trộn để tạo thành một hỗn hợp đồng nhất. Sau đó, một lượng nước thích hợp được thêm vào để tạo thành một khối bột đồng nhất. Sau đó, bột được tạo thành viên bằng cách cho qua lỗ 1,5mm và sấy khô trong lò ở 40°C cho đến khi độ ẩm giảm xuống 10%. Các khẩu phần ăn thí nghiệm đã sấy khô được bảo quản trong tủ đông –20°C cho đến khi sử dụng.

2.2. Tôm và điều kiện thí nghiệm

Tôm sú Penaeus monodon được cung cấp bởi Dabeinong Technology Group Co., Ltd, Bắc Kinh, Trung Quốc. Trước khi thí nghiệm, tôm con được duy trì ở nhiệt độ nước xung quanh (29 ± 0,5°C) trong bể xi măng (Dài = 10m, Rộng = 5m và Cao = 1,5m) và được cho ăn bằng khẩu phần ăn công nghiệp (40% protein thô và 8% lipid thô) để thích nghi môi trường phòng thí nghiệm trong 2 tuần. Khi bắt đầu thử nghiệm cho ăn, 900 con non có kích thước tương tự (3,15 ± 0,12g) được phân bố ngẫu nhiên vào 18 bể tròn bằng polyetylen (H = 117cm và R= 50cm), kết nối với hệ thống nuôi trồng thủy sản tuần hoàn. Trong quá trình thử nghiệm cho ăn, các bể thí nghiệm được sục khí liên tục. Nguồn nước nuôi được cấp trực tiếp từ biển có độ mặn 28–30‰ sau khi được lọc và diệt khuẩn bằng tia cực tím trước khi sử dụng. Mỗi bể được phủ lưới để tôm không nhảy ra ngoài. Tôm con được cho ăn 5 lần/ ngày (7:00, 11:00, 15:00, 19:00 và 23:00) với khẩu phần hàng ngày là 5–8% trọng lượng cơ thể trong 8 tuần. Thức ăn thừa được thu gom 3 giờ sau khi cho ăn để tính lượng thức ăn ăn vào và tỷ lệ hiệu quả sử dụng thức ăn, trong khi phân được hút ra khỏi bể. Nước thí nghiệm được thay khoảng 20% ​​3 ngày/ lần để giữ chất lượng nước, bao gồm nhiệt độ, nitơ amoniac, pH và oxy hòa tan, được đo mỗi ngày và lần lượt giữ ở 28–31°C, < 0,05 mg/ L, 8,0–8,5 và > 5 mg/ L.

2.3. Phương pháp thử mẫu

Sau thí nghiệm 8 tuần nuôi, tất cả tôm được nhịn ăn trong 1 ngày trước khi lấy mẫu lần cuối, ghi lại và cân tất cả tôm còn sống và trọng lượng cơ thể từ mỗi bể. 5 con con từ mỗi bể được lấy để phân tích thành phần cơ thể và caroten. Hemolymph được rút ra bằng ống tiêm vô trùng 1 ml từ phần bụng đầu tiên của 10 con mỗi bể; gan tụy được thu thập riêng biệt trong các ống 5 ml từ 10 con tôm và được bảo quản ở –80°C cùng với các mẫu hemolymp để phân tích hoạt tính enzyme. 3 ruột giữa được lấy mẫu ngẫu nhiên, được nạp vào các lọ đông lạnh không chứa RNase 1,2 ml riêng lẻ và được bảo quản ngay trong nitơ lỏng để phân tích hệ vi sinh đường ruột.

2.4. Phân tích sinh hóa

Hàm lượng độ ẩm, protein thô, tro và tổng lipid của khẩu phần ăn thử nghiệm và tôm nguyên con được định lượng theo Hiệp hội các nhà hóa học phân tích chính thức (AOAC, 2006). Để đo độ ẩm, mỗi mẫu được sấy khô trong tủ sấy đến khối lượng không đổi ở 105°C. Protein thô của các mẫu được xác định bằng phương pháp Kjeldahl sử dụng Hệ thống Auto Kjeldahl (2300-Auto-analyzer, Foss Tecator, Thụy Điển). Hàm lượng tro của các mẫu được thực hiện bằng cách sử dụng lò múp ở 550°C trong 8 giờ. Lipid thô được xác định bằng phương pháp chiết ether sử dụng Soxtec System HT (Soxtec System HT6, Thụy Điển) (Wang và cộng sự, 2018b).

Các mẫu hemolymp được ly tâm ở tốc độ 4.000 vòng/ phút, ở 4°C trong 10 phút, và huyết thanh được tách ra và thu thập từ phần nổi phía trên. Các mẫu gan tụy có trọng lượng được đồng nhất hóa bằng dung dịch muối tôm trong bể nước đá (Wang và cộng sự, 2019). Sau khi định lượng tổng hàm lượng protein (TP), các mẫu huyết thanh và gan tụy được sử dụng để xác định hoạt tính của chất chống oxy hóa (superoxide dismutase SOD, catalase CAT, tổng khả năng chống oxy hóa T-AOC, và malondialdehyd MDA) và các enzyme miễn dịch không đặc hiệu (aspartate aminotransferase AST, alanine aminotransferase ALT, và phosphatase kiềm AKP). Theo hướng dẫn của nhà sản xuất, tất cả các thông số được đo bằng bộ thuốc thử tương ứng được mua từ Viện nghiên cứu của Công ty sinh học Jiancheng Nam Kinh.

2.5. Phân tích Carotenoid

Các mẫu tôm được chuẩn bị vào vỏ (bao gồm vỏ giáp đầu ngực, đầu và chân), cơ và toàn bộ cơ thể. Các mẫu được đông khô và nghiền thành bột. Bột khô của vỏ (1g), cơ (2g) và toàn bộ cơ thể (1,5g) trong mỗi nghiệm thức được cân và đặt vào ống ly tâm polypropylen 50 ml thành 3 ống. Quá trình chiết xuất carotenoid được tiến hành với chloroform bằng cách lắc trong 10 phút, sau đó ly tâm ở 4°C với tốc độ 10.000 vòng/phút trong 5 phút. Tất cả các bước chiết xuất được lặp lại 3 lần cho mỗi mẫu cho đến khi không còn màu nào được chiết xuất. Các chất chiết xuất được thu thập và kết hợp vào các ống mới, sau đó làm khô trong máy cô quay chân không (Eyela SB 1100, Nhật Bản). Sau đó, các carotenoid được hòa tan trong 8 ml dung dịch axeton (Johnston và cộng sự, 2000). 5ml còn lại được làm khô bằng N₂ và được hòa tan lại trong 2ml dung dịch pha động (Axetonitril: Methanol, 70:30 v/v) để phân tích Ast. Sau khi được lọc qua các đĩa polypropylene ưa nước 0,2μm (Pall Corp), tất cả các mẫu được phân tích bằng hệ thống Sắc ký lỏng hiệu năng cực cao (UPLC, Waters ACQUITY, Hoa Kỳ) cùng một lúc. 10µL mẫu được bơm vào cột Waters ACQUITY H-Class BEH C18 (1,7 μm, 2,1mm × 150mm). Mẫu được đưa vào cột sử dụng pha động gradient tuyến tính bao gồm A (100% dH₂O), B (axetonitril: metanol, 70:30 v/v) và C (100% metyl tert-butyl ete) với tốc độ dòng 0,2 ml/ phút. Lượng caroten tương đối được xác định bằng máy dò tia cực tím/khả kiến ​​đặt ở bước sóng 475nm và được định lượng dựa trên các tiêu chuẩn thương mại sẵn có (Ast, zeaxanthin, canthaxanthin,-cryptoxanthin, echinenone và β-carotene) bằng cách tính diện tích dưới đường cong của mỗi đỉnh. Các tiêu chuẩn Ast, canthaxanthin, zeaxanthin, echinenone và-carotene được mua từ Sigma-Aldrich (Hoa Kỳ) và tiêu chuẩn-cryptoxanthin được mua từ CaroteNature (Swit).

2.6. Phân tích đa dạng vi sinh vật trong ruột tôm

DNA được chiết xuất từ tất cả các mẫu bằng cách sử dụng Bộ công cụ LQ MagPure Soil DNA (Magen D6356-02, Trung Quốc) theo hướng dẫn của nhà sản xuất. Để khuếch đại các vùng siêu biến V3–V4 của gen 16S rRNA của vi khuẩn để giải trình tự sâu Illumina, các cặp mồi phổ quát (343F: 5′-TACGGRAGGCAGCAG-3′ và 798R: 5′-AGGGTATCTAATCCT-3′) đã được sử dụng. Thử nghiệm PCR (Bio-Rad 580BR10905, Hoa Kỳ) được thực hiện trong 30-μl hỗn hợp phản ứng ba lần (chứa 15 μl 2 × Gflex PCR Buffer, 1 μl mỗi mồi, 2 μl DNA mẫu, 0,6 μl Tks Gflex DNA Polymerase và ddH₂O) ở 94°C trong 5 phút, tiếp theo là 26 chu kỳ ở 94°C trong 30 giây, 56°C trong 30 giây, 72°C trong 20 giây và giai đoạn kéo dài cuối cùng ở 72°C trong 5 phút. Sau khi kiểm tra chất lượng khuếch đại bằng điện di trên gel, các sản phẩm PCR được tinh chế bằng hạt Agencourt AMPure XP (Công ty Beckman Coulter, Hoa Kỳ) và định lượng bằng bộ xét nghiệm Qubit DSDNA (Life Technologies Q32854, Hoa Kỳ). Trình tự được thực hiện sau khi điều chỉnh nồng độ bằng nền tảng Illumina MiSeq (Công ty Công nghệ sinh học OE, Trung Quốc) với 2 chu kỳ đọc kết thúc được ghép nối gồm 250 cơ sở. Các lần đọc thô đã được gửi vào cơ sở dữ liệu Lưu trữ trình tự đọc trình tự NCBI (SRA) (Số gia nhập: PRJNA761235).

Phân tích tin sinh học trong nghiên cứu này đã được hoàn thành bằng nền tảng đám mây sinh học Oe-biotech. Các tệp FASTQ thô được xử lý trước bằng phần mềm Trimmomatic (Bolger và cộng sự, 2014) để phát hiện và cắt bỏ các cơ sở không rõ ràng (N) bằng cách cắt bỏ các chuỗi chất lượng thấp có điểm chất lượng trung bình dưới 20 bằng cách sử dụng phương pháp cắt xén cửa sổ trượt. Sau khi cắt, FLASH (phiên bản 1.2.7) đã hợp nhất với các lần đọc kết thúc được ghép nối: 10 bp chồng chéo tối thiểu, 200 bp chồng chéo tối đa và 20% tỷ lệ không khớp tối đa. Sau đó, các trình tự được thực hiện khử nhiễu tiếp theo với các tiêu chí sau: loại bỏ các trình tự mơ hồ, tương đồng hoặc dưới 200 bp; giữ lại số lần đọc trên 75% của Q20 bằng phần mềm QIIME (phiên bản 1.8.0); phát hiện và xóa các lần đọc bằng chimera bằng UCHIME (Edgar và cộng sự, 2011). Sau đó, các trình tự này được xử lý theo trình tự mồi để loại bỏ và phân cụm để tạo ra các đơn vị phân loại vận hành (OTU) bằng phần mềm VSEARCH với độ tương tự 97% (Rognes và cộng sự, 2016). Phân loại được chỉ định cho tất cả các OUT bằng cách chú thích và đưa vào cơ sở dữ liệu Sliva (phiên bản 132) bằng cách sử dụng trình phân loại RDP (ngưỡng tin cậy là 70%).

2.7. Cảm nhiễm với Vibrio parahaemolyticus

Các chủng V. parahaemolyticus được lấy từ Beijing Dabeinong Technology Group Co., Ltd. Vi khuẩn này được kích hoạt bằng cách gây nhiễm cho tôm sú P. monodon. Các mẫu hemolymp từ những tôm con bị bệnh được cấy trên các đĩa môi trường nuôi cấy thạch TCBS để thu được các dòng vô tính có độc lực cho xét nghiệm lây nhiễm chính thức theo Yan và cộng sự (2020). Sau thử nghiệm cho ăn kéo dài 56 ngày, 10 tôm có kích thước tương tự từ mỗi bể đã được chọn và tiêm 20 μl V. parahaemolyticus đã hoạt hóa (1,2 × 10⁸ CFU/ml). Quá trình thử nghiệm cảm nhiễm được sục khí liên tục và nhiệt độ nước không đổi (29–30°C) trong 1 tuần. Thời gian đến khi chết được ghi lại và các giá trị chết được biểu thị bằng LT₅₀ theo phương pháp của Wang và cộng sự (2018b).

2.8. Tính toán và phân tích thống kê

Các chỉ số được tính bằng các công thức sau:

Tỷ lệ sống (%) = (số tôm cuối cùng/số tôm ban đầu) × 100

Tăng trọng cơ thể (BWG,%) = [(trọng lượng cuối cùng–trọng lượng ban đầu)/ trọng lượng ban đầu] × 100

Hệ số chuyển đổi thức ăn (FCR) = trọng lượng khô của thức ăn tiêu thụ (g)/tăng trọng sống (g).

Tốc độ tăng trưởng cụ thể (SGR, % ngày) = [(Ln trọng lượng cuối cùng–Ln trọng lượng ban đầu)/thời gian] × 100

Các phân tích thống kê được thực hiện bằng phần mềm SPSS 20.0. Tất cả dữ liệu được trình bày bằng phương tiện ± sai số chuẩn của giá trị trung bình (SEM, n = 3). Phương pháp ANOVA một chiều được sử dụng để phát hiện sự khác biệt giữa các nghiệm thức. Khi xác định được sự khác biệt đáng kể (p<0,05) giữa các nghiệm thức, phép thử Duncan’s Multiple Range Test được sử dụng để so sánh phương tiện của các nghiệm thức.

2.9. Chuẩn mực đạo đức

Nghiên cứu này được thực hiện theo đúng các khuyến nghị trong hướng dẫn đạo đức của Chỉ thị EU 2010/63/EU đối với các thí nghiệm trên động vật.

3. Kết quả

3.1. Hiệu suất tăng trưởng, tỷ lệ sống sót và sử dụng thức ăn

Hiệu suất tăng trưởng, bao gồm trọng lượng cơ thể cuối cùng (FBW), tăng trọng lượng cơ thể (BWG), cũng như tốc độ tăng trưởng cụ thể (SGR), bị ảnh hưởng đáng kể bởi mức độ bổ sung Ast trong khẩu phần ăn (Bảng 3). FBW, BWG và SGR của tôm được cho ăn Ast bao gồm các khẩu phần ăn (B, C, D, E và F) cao hơn đáng kể (p<0,05) so với tôm được cho ăn khẩu phần ăn đối chứng, nhưng không có sự khác biệt đáng kể (p>0,05) với tôm được cho ăn với hàm lượng Ast cao (E và F). Mức Ast trong khẩu phần ăn tăng lên đã cải thiện tỷ lệ sống của tôm và sử dụng chất dinh dưỡng trong khẩu phần ăn (FCR), và có sự khác biệt đáng kể (p <0,05) trong các nghiệm thức D, E và F so với đối chứng.

3.2. Thành phần cơ thể tôm

Ảnh hưởng của các mức Ast khác nhau trong khẩu phần ăn đối với thành phần quan trọng của toàn bộ cơ thể tôm (% cơ sở khô) được thể hiện trong Bảng 4. Hàm lượng protein thô, lipid thô, tro và độ ẩm trong toàn cơ thể không có sự sai khác thống kê giữa các nghiệm thức (p>0,05).

3.3. Tổng hàm lượng Carotenoid và phân tích thành phần Carotenoid trong các mô khác nhau

Tổng hàm lượng caroten trong các mẫu cơ thể, vỏ và cơ của tôm nghiên cứu được trình bày trong Hình 1. Hàm lượng caroten tổng số cao nhất trong toàn bộ cơ thể, vỏ và mô cơ được xác định ở nghiệm thức F, trong khi thấp nhất được quan sát thấy ở nghiệm thức đối chứng (p<0,05).

Hình 1. Hàm lượng carotenoid tổng số của tôm sú Penaeus monodon được cho ăn với các mức astaxanthin khác nhau trong 56 ngày. Dữ liệu được biểu thị dưới dạng trung bình ± SEM từ các nhóm ba lần. Các chữ cái khác nhau cho thấy sự khác biệt đáng kể (p <0,05) giữa các thanh khác nhau. SEM, lỗi tiêu chuẩn của giá trị trung bình.

Hàm lượng của 6 loại carotenoid chính, bao gồm Ast, zeaxanthin, canthaxanthin,-cryptoxanthin, echinenone và-carotene được phát hiện trong cơ thể, vỏ và cơ tôm được liệt kê trong Bảng 5. Tôm được cho ăn khẩu phần ăn bổ sung Ast (B–F) cho thấy xu hướng tăng rõ rệt (p <0,05) về nồng độ Ast với khẩu phần ăn bổ sung Ast trong toàn bộ cơ thể, vỏ và mô cơ. Hàm lượng canthaxanthin và β-cryptoxanthin cho thấy xu hướng tăng liên tục với sự gia tăng mức Ast trong khẩu phần ăn trong các mô khác nhau. Zeaxanthin chỉ được phát hiện trong cơ, còn cơ thể thuộc nghiệm thức bổ sung Ast hàm lượng cao.

3.4. Thông số chống oxy hóa

Các kết quả thu được từ việc xác định các hoạt động chống oxy hóa trong gan tụy của tôm được thể hiện trong Bảng 6. T-AOC tăng đáng kể ở nghiệm thức bổ sung Ast so với đối chứng, trong khi SOD, CAT và MDA giảm đáng kể (p<0,05).

Theo Weilong Wang, Mengting Liu, Samia Fawzy, Yucai Xue, Meiqin Wu, Xuxiong Huang, Gafeng Yi, Qianlin

Nguồn: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/34803988/

Biên dịch: Nguyễn Thị Quyên – Tôm Giống Gia Hóa Bình Minh

TÔM GIỐNG GIA HÓA – CHÌA KHÓA THÀNH CÔNG

Xem thêm:

• Ủ Chua Phụ Phẩm Sau Chế Biến Của Cá Rô Phi (TPWS): Một Nguyên Liệu Thay Thế Cho Khẩu Phần Ăn Của Tôm Thẻ Chân Trắng Litopenaeus vannamei (Boone, 1931) Trong Các Hệ Thống Biofloc Và Nước Sạch
• Lợi Ích Của Carotenoid Tự Nhiên Từ Paracoccus Carotinifaciens Đối Với Màu Sắc Và Hệ Miễn Dịch Của Tôm Thẻ Chân Trắng
• Nuôi Tôm Siêu Thâm Canh: Phân Tích Và Những Thách Thức Trong Tương Lai