English
中文 (中国)
Tóm tắt
Mặc dù việc sử dụng chất nền nhân tạo có thể hữu ích trong nuôi tôm, nhưng một số nghiên cứu chỉ ra rằng sự hiện diện của chúng trong bể tăng trưởng không cải thiện chất lượng nước hay hiệu suất của vật nuôi. Một mục tiêu của nghiên cứu này là đánh giá xem sự hiện diện của chất nền nhân tạo có làm thay đổi hoạt động của vi sinh vật và chất lượng nước trong quá trình nuôi tôm thẻ chân trắng Litopenaeus vannamei bằng bioflocs hay không. Các tác động của chất nền đến năng suất của tôm và mối quan hệ giữa những tác động này với mật độ/sinh khối thả giống của tôm cũng được đánh giá. Thí nghiệm bao gồm 4 nghiệm thức: D238: 238 con/m3; D238 + S: 238 con/m3 + giá thể; D473: 473 com/m3; D473 + S: 473 con/m3 + chất nền. 12 đơn vị thí nghiệm có dung tích 850 L được thả tôm con L. vannamei (2,6 g) được nuôi trong 34 ngày. Chất nền dường như không ảnh hưởng đến chất lượng nước vì nồng độ orthophosphate, amoniac và nitrit không khác biệt đáng kể trong các bể có hoặc không có chất nền. Sinh khối Periphyton (tổ hợp các sinh vật bám) thấp và hoạt động sinh học trên chất nền không đáng kể, cho thấy các biến số về chất lượng nước chủ yếu được kiểm soát bởi cộng đồng vi sinh vật liên quan đến biofloc lơ lửng. Tôm được nuôi trong môi trường có chất nền tăng trọng nhiều hơn (D238 + S = 1,40 ± 0,05 và D473 + S = 1,20 ± 0,04 g/tuần) so với tôm nuôi không có chất nền (D238 = 0,73 ± 0,04 và D473 = 0,44 ± 0,13 g/tuần). Sinh khối cuối cùng cao hơn 314% trong các bể có chất nền. Tỷ lệ sống của tôm cao hơn đáng kể trong các bể có chất nền (93,9 ± 2,4%) so với các bể không có chất nền (42,5 ± 35,9%). Kết quả chỉ ra rằng chất nền giúp tăng diện tích bề mặt của bể và giảm mật độ thả tương đối, điều này dường như làm giảm mức độ căng thẳng của tôm, được biểu thị bằng hiệu suất tôm cao hơn. Trong các bể có sinh khối cao hơn, nơi tác động tiêu cực của việc tăng cường là nghiêm trọng nhất, sự hiện diện của chất nền có tác động tích cực đến chỉ số sản xuất.
1. Giới thiệu
Việc sử dụng chất nền nhân tạo là một chiến lược quản lý được áp dụng trong quá trình phát triển của sinh vật dưới nước nhằm nâng cao hiệu quả trong bể nuôi. Màn chắn bằng polyetylen và polypropylen, tre, chai nhựa và các sản phẩm thương mại đã được sử dụng làm chất nền trong bể tăng trưởng (Azim và cộng sự, 2004; Bratvold và Browdy, 2001; Huchette và cộng sự, 2000; Richard và cộng sự, 2009; Zhang, 2011). Trong các thí nghiệm với tôm biển giai đoạn tôm post và tôm con, việc sử dụng chất nền thường giúp cải thiện năng suất của tôm (Arnold và cộng sự, 2006, 2009; Audelo-Naranjo và cộng sự, 2010; Ballester và cộng sự, 2007; Bratvold và Browdy, 2001; Lezama-Cervantes và Paniagua-Michel, 2010; Moss và Moss, 2004; Otoshi và cộng sự, 2006a; Thompson và cộng sự, 2002; Viau và cộng sự, 2012; Zhang, 2011). Trong nuôi thâm canh, chất nền được sử dụng nhằm giảm thiểu tác động tiêu cực của việc tăng mật độ thả giống (Arnold và cộng sự, 2006). Abdussamad và Thampy (1994) cho rằng chất nền cung cấp thêm bề mặt cho tôm phátt triển, làm giảm sự cạnh tranh về không gian và các tương tác hành vi tiêu cực, chẳng hạn như ăn thịt đồng loại.
Periphyton phát triển trên chất nền cũng giúp kiểm soát chất lượng nước (Arnold và cộng sự, 2009; Asaduzzaman và cộng sự, 2009; Azim và cộng sự, 2004; Bratvold và Browdy, 2001; Lezama-Cervantes và Paniagua-Michel, 2010; Thompson và cộng sự, 2002; Viau và cộng sự, 2012) và là nguồn thức ăn tự nhiên cho các loài nuôi (Abreu và cộng sự, 2007; Arnold và cộng sự, 2006; Ballester và cộng sự, 2007; Burford và cộng sự, 2004; Thompson và cộng sự, 2002). Periphyton, hay màng sinh học, được đặc trưng như một cộng đồng phức tạp gồm các sinh vật thủy sinh bám vào chất nền ngập nước, bao gồm cả các sinh vật không bám dính liên quan và mảnh vụn (van Dam và cộng sự, 2002). Tổ hợp này chứa vi khuẩn, nấm, động vật nguyên sinh, thực vật và động vật phù du, sinh vật đáy và mảnh vụn (Azim và Asaeda, 2005). Mặc dù việc sử dụng chất nền được coi là có lợi cho nuôi tôm, một số nghiên cứu đã chỉ ra rằng sự hiện diện của chúng trong bể tăng trưởng không ảnh hưởng đến năng suất của vật nuôi (Kumlu và cộng sự, 2001; Samocha và cộng sự, 1993; Sandifer và cộng sự, 1987) hoặc chất lượng nước (Audelo-Naranjo và cộng sự, 2010; Samocha và cộng sự, 1993). Xem xét các điều kiện thí nghiệm khác nhau trong đó chất nền được thử nghiệm, có thể các yếu tố như loài, hệ thống nuôi, mật độ/sinh khối thả giống, số lượng chất nền, tuổi và nguồn gốc của ấu trùng ảnh hưởng đến cơ chế hoạt động của chất nền và tác dụng đối với sinh vật.
Mặc dù hiệu quả của chất nền nhân tạo chưa được thử nghiệm trong quá trình nuôi tôm thẻ chân trắng L. vannamei với bioflocs nhưng việc sử dụng chúng đã được trích dẫn trong nhiều tài liệu (Browdy và Moss, 2005; Krummenauer và cộng sự, 2011). Hệ thống biofloc liên quan đến việc tạo ra các cộng đồng vi sinh vật với mật độ dày đặc được điều khiển chủ yếu để kiểm soát lượng amoniac thải ra từ các sinh vật nuôi (Avnimelech, 2012). Amoniac có thể được hấp thụ bởi vi tảo hoặc vi khuẩn dị dưỡng hoặc có thể được biến đổi bởi vi khuẩn nitrat hóa (Ebeling và cộng sự, 2006), và sự phát triển của các sinh vật này xảy ra chủ yếu ở dạng flocs vi sinh vật (Schryver và cộng sự, 2008). Một trong những lập luận được sử dụng cho việc sử dụng chất nền nhân tạo là việc tạo ra môi trường sống cho vi khuẩn nitrat hóa (Otoshi và cộng sự, 2006a). Tuy nhiên, Otoshi và cộng sự (2006b) đã quan sát thấy rằng 31% vi khuẩn có trong biofloc trong nuôi thâm canh tôm thẻ chân trắng L. vannamei đang nitrat hóa. Do đó, mặc dù những vi khuẩn này và các vi sinh vật ngoại vi khác đóng vai trò quan trọng trong việc kiểm soát các hợp chất độc hại, chẳng hạn như amoniac và nitrit, trong các hệ thống nuôi dựa trên bioflocs, chu trình dinh dưỡng được thực hiện bởi các vi sinh vật có trong cột nước. Trên thực tế, cả biofloc trong cột nước cũng như các vi sinh vật có mặt trên chất nền đều có chức năng đẩy nhanh quá trình loại bỏ sinh học các chất thải hữu cơ và vô cơ (Crab và cộng sự, 2007), tức là cả hai đều thực hiện các chức năng tương tự trong việc kiểm soát chất lượng nước. Do đó, mặc dù sự hiện diện của vi sinh vật là quan trọng trong một số hệ thống sản xuất nhất định, nhưng có thể trong hệ thống biofloc, sự hiện diện của nó không liên quan đến việc kiểm soát chất lượng nước.
Ngoài các yếu tố liên quan đến dinh dưỡng và chất lượng nước, năng suất tôm thấp trong nuôi thâm canh còn được cho là do tương tác quần thể tiêu cực giữa các loài động vật, có thể có tác dụng ức chế (Araneda và cộng sự, 2008; Moss và Moss, 2004; Otoshi). và cộng sự, 2007) hoặc kích thích hành vi ăn thịt đồng loại (Abdussamad và Thampy, 1994). Một số nhà nghiên cứu cho rằng chất nền làm giảm tác động tiêu cực của việc nuôi thâm canh vì chúng cung cấp nhiều không gian hơn cho tôm và giảm căng thẳng (Arnold và cộng sự, 2006; Moss và Moss, 2004; Otoshi và cộng sự, 2006a; Zhang, 2011). Mặc dù lợi ích của chất nền trong nuôi tôm đã được mô tả trong tài liệu, nhưng các thí nghiệm được công bố đã báo cáo năng suất khoảng 2 kg/m3 thấp hơn so với sinh khối đạt được trong nuôi cấy biofloc. Một trong những lợi ích của việc sử dụng chất nền nhân tạo là tăng diện tích bề mặt của bể và giảm tương đối mật độ thả giống. Tuy nhiên, xem xét giới hạn tối đa của chất nền có thể được đặt trong bể, việc tăng sinh khối thả tôm có thể ảnh hưởng đến hiệu quả của chất nền vì diện tích sẵn có cho động vật sẽ nhỏ hơn. Gần đây, Zhang (2011) đã quan sát thấy rằng ngay cả trong môi trường nuôi có sinh khối cao hơn, chất nền vẫn cải thiện hiệu suất của tôm trong bể có tốc độ luân chuyển nước cao. Xem xét rằng sự thay đổi của kết quả trong các thí nghiệm thử nghiệm chất nền trong nuôi tôm cũng có thể liên quan đến hệ thống sản xuất, điều quan trọng là phải đánh giá hiệu quả chất nền trong hệ thống biofloc mật độ thả giống/sinh khối cao.
Các nghiên cứu đã chứng minh rằng chất nền nhân tạo có thể cải thiện chỉ số sản xuất và chất lượng nước trong nuôi tôm. Tuy nhiên, trong hệ thống biofloc siêu thâm canh, các vi sinh vật lơ lửng trong nước chịu trách nhiệm luân chuyển chất dinh dưỡng và mật độ sinh khối cao có thể làm giảm hiệu quả của chất nền. Các nghiên cứu đánh giá vai trò của chất nền trong nuôi cấy biofloc chưa được báo cáo và các nghiên cứu về chất nền và sinh khối tôm cao còn hạn chế. Xem xét các kết quả trái ngược nhau liên quan đến việc sử dụng chất nền, lợi ích tiềm năng trong nuôi tôm và chi phí liên quan đến việc sử dụng chúng, việc đánh giá công cụ quản lý này trong các hệ thống sản xuất khác nhau là rất quan trọng. Mục tiêu của nghiên cứu này là đánh giá xem sự hiện diện của chất nền nhân tạo có làm thay đổi hoạt động của vi sinh vật và chất lượng nước trong hệ thống biofloc hay không. Ảnh hưởng của chất nền đến năng suất tôm trong hệ thống biofloc cũng được đánh giá cùng với ảnh hưởng của mật độ thả/sinh khối của tôm.
2. Vật liệu và phương pháp
2.1. Vật liệu sinh học
Thí nghiệm được thực hiện trong Phòng thí nghiệm Tôm biển của Đại học Liên bang ở Santa Catarina, miền nam Brazil. Tôm post không có mầm bệnh cụ thể (PLs 5) của L. vannamei được lấy từ phòng thí nghiệm thương mại (Aquatec Ltda, Canguaretama, RN, Brazil). PL được nuôi trong bể tròn 50 m2 cho đến khi chúng đạt trọng lượng trung bình 0,02 g, ở mật độ thả 1200 Ls/ m2 (1500 PLs/ m3) ở độ mặn ∼35. Nước nuôi cấy được chuẩn bị có bổ sung vi tảo Nanochloropsis oculata. Không thay nước trong thời gian này và mật đường được thêm vào bể khi tổng nitơ amoniac (TAN) tăng vượt quá 1 mg/L. Việc bổ sung mật đường được tính toán dựa trên Avnimelech (1999) giả định rằng cần 20 g carbohydrate để chuyển đổi 1 g TAN. Hàm lượng protein trong thức ăn dao động từ 45% (INVE Aquaculture, Salt Lake City, UT, USA) đến 40% (Guabi Nutric¸ ão Animal, Campinas, SP, Brazil) protein thô.
Sau đó, tôm được chuyển sang bể tròn khác (bể ma trận) có diện tích 50 m2 được trang bị buồng lắng chất rắn, hệ thống sưởi ấm và sục khí. Tôm tăng trọng lượng đến 2,5 g với mật độ thả 214 con/ m2 (268 con/ m3); bể được vận hành như một hệ thống biofloc không thay nước. Nước được chuẩn bị để nuôi tôm bằng cách thêm 14 m3 nước từ quá trình nuôi tôm post và 26 m3 nước muối đã được khử trùng bằng clo. Tôm được cho ăn bằng thức ăn thương mại (Guabi Nutric¸ ão Animal, Campinas, SP, Brazil) với mức protein thô từ 40% (Guabi Potimar 40) đến 35% (Guabi Potimar 35). Canxi hydroxit được sử dụng để duy trì độ kiềm trên 120 mg/ L, nồng độ amoniac (TAN) được giữ ở mức lên tới 1 mg/ L bằng cách sử dụng mật đường theo Avnimelech (1999), oxy hòa tan được duy trì trên 5,5 mg/ L, tổng chất rắn lơ lửng (TSS) được duy trì ở mức lên tới 400 mg/ L và độ mặn của nước xấp xỉ 32. Nhiệt độ trung bình của nước là 29℃.
2.2. Thiết kế thí nghiệm, đơn vị thí nghiệm và quản lý hệ thống
Thí nghiệm đánh giá nuôi tôm có hoặc không có chất nền nhân tạo với mật độ thả giống khác nhau (các biến độc lập). Tác động của các biến này đến hoạt động của vi sinh vật, các thông số chất lượng nước và năng suất của tôm đã được đánh giá. Hoạt tính sinh học trên chất nền được xác định bằng cách phân tích hoạt động của vi sinh vật (Bratvold và Browdy, 2001, Uddin và cộng sự, 2007), và sinh khối periphyton được định lượng bằng cách phân tích chất khô và chất chlorophyll-a có trên chất nền nhân tạo. 4 nghiệm thức đã được chuẩn bị: D238: 238 con con/m3; D238 + S: 238 con/m3 + chất nền nhân tạo; D473: 473 con/m3; D473 + S: 473 con/m3 + chất nền nhân tạo. Các đơn vị thí nghiệm được phân bổ theo thiết kế hoàn toàn ngẫu nhiên hai yếu tố với 3 lần lặp lại cho mỗi nghiệm thức, tổng cộng là 12 bể thí nghiệm. Các đơn vị được thả tôm từ bể ma trận (mục 2.1). Trong quá trình thả giống, việc lựa chọn dựa trên trọng lượng đã được thực hiện để giảm sự thay đổi kích thước của tôm và loại bỏ những con tôm lớn nhất và nhỏ nhất. Tổng cộng, 202 (D238 và D238 + S) và 402 (D473 và D473 + S) L. vannamei non có trọng lượng trung bình 2,7 ± 0,1 g được thả trong các đơn vị thí nghiệm.
Lượng nền nhân tạo được sử dụng tương đương 100% diện tích bề mặt bể là 3,5 m2 (1,0 m2 đáy bể + 2,5 m2 diện tích mặt tường). Chất nền nhân tạo bao gồm màn chắn polyetylen có mắt lưới 1 mm (màn chống muỗi). Cả hai mặt của màn đều được xem xét khi tính toán diện tích nền và 8 chất nền được đặt trong mỗi bể (rộng 0,43 m × cao 0,51 m) (Hình 1a). Khoảng trống (lỗ) trên màn chống muỗi chiếm 41,1% diện tích bề mặt và được xem xét trong tính toán diện tích bề mặt. Các chất nền được khâu vào một khung cứng có đường kính 3 mm, dùng để kéo căng các tấm chắn và gắn chúng vào mép bể (Hình 1b). Khung này chiếm 0,01 m2 diện tích nền. Giá thể được cố định thẳng đứng trong cột nước cách bề mặt 5 cm và cao hơn đáy bể 13 cm. Tám chất nền được phân bố đồng đều trong mỗi bể. Các mảnh màn chống muỗi (1,5 cm × 8,0 cm = 12,0 cm2) được khâu vào các chất nền, dùng làm dụng cụ lấy mẫu để xác định hoạt động sinh học, chlorophyll-a và chất khô trên chất nền. Những dụng cụ lấy mẫu này được khâu vào nửa trên của chất nền (cách mặt nước 25,0 cm). Các dụng cụ lấy mẫu bổ sung cũng được đặt ở độ sâu 7,5 cm và 45,0 cm dưới mặt nước. Khi tính toán chlorophyll-a và chất khô của periphyton trên một đơn vị diện tích của chất nền, cả hai mặt của cùng một mảnh mẫu được xem xét (12,0 cm2 × 2 mặt = 24,0 cm2).
Hình 1. (a) Hình nhìn trực diện của bể hiển thị các chất nền nhân tạo và (b) hình ảnh cắt ngang của bể hiển thị các chất nền nhân tạo.
Nước sử dụng trong các bể thí nghiệm được bơm từ bể ma trận 1 ngày trước khi thả tôm. Cùng ngày hôm đó, giá thể từ bể ma trận đã được chuyển đến các đơn vị thí nghiệm. Chất nền được ủ trong bể ma trận có tôm trong 16 ngày. Các đơn vị thí nghiệm bao gồm các bể sợi thủy tinh hình tròn có dung tích 850 L và diện tích bề mặt đáy là 1,0 m2. Sục khí trung tâm (Aero-tubeTM) được cung cấp để duy trì chất rắn lơ lửng và nồng độ oxy ở mức thích hợp. Các bể được giữ trong phòng cách ly và chỉ nhận được ánh sáng nhân tạo với chu kỳ quang 12/12. Mỗi bể được trang bị một đèn halogen kim loại 400W, cung cấp cường độ ánh sáng khoảng 9500 lx khi chiếu trên mặt nước. Cường độ ánh sáng này được lựa chọn dựa trên các giá trị được báo cáo trước đây của Vinatea và cộng sự (2010) đã nghiên cứu với 150 mol photon/ s/ m2 (∼8000 lx) và 13000 lx (Samocha, Phòng thí nghiệm Nghiên cứu Nuôi trồng Hải sản AgriLife Texas, thông tin liên lạc cá nhân).
Một bể lắng đáy hình nón 40 L (được điều chỉnh theo Ray và cộng sự, 2010) được gắn vào mỗi bể hoạt động ở tốc độ dòng chảy khoảng 60 L/giờ được sử dụng để duy trì mức TSS cần thiết, nằm trong khoảng từ 400 đến 600 mg/L. Chất rắn được loại bỏ khỏi bể lắng hàng ngày và được tách ra bằng túi lọc vải địa kỹ thuật 1,0 m. Nước không có chất rắn được đưa trở lại bể tương ứng. Thức ăn cho tôm (Guabi Potimar – 35% protein thô) được bổ sung vào bể 3 lần/ngày. Khoảng 5–10% thức ăn được đặt vào khay kiểm tra để đánh giá mức tiêu thụ và điều chỉnh lượng cung cấp. Các khay được chế tạo theo Wasielesky và cộng sự (2006), và việc kiểm tra khay được thực hiện 2 giờ sau khi cho ăn. Việc bổ sung canxi hydroxit giúp duy trì độ kiềm gần 150 mg/L và độ pH trên 7. Không thay nước trong quá trình nuôi, chỉ được thay thế nước bị mất do bay hơi và chỉ thêm nước ngọt. Không có nguồn carbon nào được sử dụng để kiểm soát nồng độ amoniac.
2.3. Biến số chất lượng nước
Nồng độ oxy hòa tan và nhiệt độ nước (máy đo oxy YSI 550A) được đo 2 lần/ngày và độ pH (máy đo pH YSI model 100) được phân tích hàng ngày. Độ trong của nước (đĩa Secchi), tổng chất rắn lơ lửng (APHA, 2005 – 2540D) và chất rắn dễ bay hơi và cố định (APHA, 2005 – 2540E) được phân tích 3 lần/tuần. Trong phân tích tổng chất rắn lơ lửng (TSS), bộ vi lọc sợi thủy tinh 0,6 m đã được sử dụng (GF-6 MachereyNagel). Độ mặn (máy đo độ mặn kỹ thuật số YSI 30) và độ kiềm của nước (APHA, 2005 – 2320B) được theo dõi 2 lần/tuần. Nồng độ Amoniac (tổng nitơ amoniac – TAN), nitrit, nitrat và orthophosphate được phân tích hàng tuần tại Phòng thí nghiệm Hải dương học Hóa học của Đại học Thung lũng Itajaí. Các mẫu được làm lạnh và vận chuyển trong thùng kín, thời gian từ khi lấy mẫu đến khi phân tích là 2 giờ. Các phân tích được thực hiện bằng máy quang phổ Shimadzu UV-160A. Bộ vi lọc xenlulo axetat (Sartorius) có kích thước lỗ 0,45 m được sử dụng để lọc trước các mẫu. Các phân tích được thực hiện theo Strickland và Parsons (1972) theo hướng dẫn của APHA (2005).
2.4. Chlorophyll-a trong nước và hoạt động của vi sinh vật trong nước và trên giá thể
Nồng độ chlorophyll-a (chl-a) được sử dụng làm thước đo sinh khối thực vật phù du. Các phân tích được thực hiện hàng tuần trên máy quang phổ HACH-DR 5000 theo phương pháp 10200H APHA (2005). Nồng độ chlorophylla được đánh giá sau khi chiết chất màu bằng cách ngâm mẫu đã lọc trong dung dịch axeton 90% trong 24 giờ ở nơi tối và lạnh (-12℃), không có và có axit hóa.
Thuật ngữ hoạt động của vi sinh vật được sử dụng trong nghiên cứu này do Bratvold và Browdy (1998) đề xuất và bao gồm các quá trình vi sinh vật sau: sản xuất hệ sinh thái ròng (NEP), hoạt động chung của vi sinh vật hoặc tốc độ hô hấp của cột nước và quá trình nitrat hóa. Ở đây, tổng sản lượng sơ cấp (GPP) cũng được tính toán. NEP, GPP và sự hô hấp của cột nước và của tảo bám vào chất nền được đo bằng phương pháp chai sáng-tối (Strickland, 1960), và các tính toán được thực hiện theo Dodds và Cole (2007):
Hoạt động của vi sinh vật trong nước và trong môi trường sống được theo dõi hàng tuần theo các phương pháp được đề xuất bởi Bratvold và Browdy (1998), Bratvold và Browdy (2001) và Vinatea và cộng sự (2010). Các phân tích được thực hiện bằng cách ủ các chai DBO trong suốt (sản xuất sơ cấp) và tối màu (hô hấp) (300 mL), tất cả các chai đều được ủ kép. Mức tiêu thụ (hô hấp) và sản xuất (quang hợp) oxy trong cột nước được ước tính bằng cách đo sự thay đổi lượng oxy trong chai với mẫu nước lấy từ bể. Hoạt động của vi sinh vật trong Periphyton được đánh giá bằng cách so sánh mức tiêu thụ và sản xuất oxy trong chai với các mẫu nước từ bể D238 + S và D473 + S có và không bổ sung các mảnh nhỏ chất nền nhân tạo (24,0 cm2). Các chai trong suốt được ủ trong bể D238+S, thấp hơn mực nước 5 cm. Các chai tối màu được ủ trong một bể riêng biệt được duy trì ở cùng nhiệt độ với các bể thí nghiệm. Để giữ các hạt floc ở trạng thái lơ lửng bên trong chai trong quá trình ủ, các chai được khuấy thủ công cứ sau 20 phút trong khoảng 3 giây. Nồng độ oxy ban đầu và cuối cùng được đo bằng máy đo oxy YSI 5100 sử dụng đầu dò cụ thể có chức năng tự khuấy. Thời gian ủ chai thay đổi từ 60 đến 90 phút.
Tốc độ nitrat hóa được đánh giá mỗi tuần 1 lần, đối với cả vi khuẩn có trong nước và vi khuẩn bám vào chất nền. Quy trình được mô tả trước đây cho quá trình sản xuất sơ cấp và hô hấp nước đã được sử dụng và phương pháp do Bratvold và Browdy (1998) và Bratvold và Browdy (2001) đề xuất đã được áp dụng. Các mẫu được phân tích 2 lần, được làm giàu bằng amoni clorua (2,5 mg/ L của amoniac N) và được ủ khi có và không có 2,2 mg/ L de N-allylthiourea (Sigma–Aldrich, 1-Allyl-2- Thiourea 98%) (APHA, 2005). Tốc độ nitrat hóa được biểu thị bằng phần trăm hô hấp bị ức chế, là sự khác biệt giữa nồng độ oxy hòa tan trong chai có và không có chất ức chế.
2.5. Lấy mẫu và phân tích periphyton trên chất nền (chất khô và chlorophyll-a).
Các mảnh chất nền nhân tạo (24,0 cm2) được thu thập hàng tuần để xác định hàm lượng chl-a và chất khô của Periphyton. Hai biến này được sử dụng làm thước đo sinh khối Periphyton (Uddin và cộng sự, 2009). Các mẫu hàng tuần được thu thập ở độ sâu 25,0 cm dưới bề mặt nước. Để định lượng sinh khối ngoại vi ở các độ sâu nước khác nhau, các mẫu chất nền được thu thập ở độ sâu 7,5 cm và 45,0 cm dưới mặt nước trong các tuần 1, 3 và 5.
Hàm lượng chất khô của Periphyton (mg/ cm2) được xác định bằng cách sấy khô các mảnh sàng bằng Periphyton ở nhiệt độ 60℃ trong 24 giờ. Trọng lượng vật chất khô thu được bằng cách trừ đi trọng lượng cuối cùng của sàng có vi khuẩn từ trọng lượng ban đầu của sàng không có vi khuẩn (APHA, 2005 – 10300C). Trọng lượng chất khô không tro được xác định bằng sự chênh lệch về trọng lượng sau khi đốt các mẫu vi khuẩn trong lò ở nhiệt độ 500℃ trong 1 giờ (APHA, 2005 –10300C). Các mẫu Periphyton từ diện tích bề mặt của chất nền và khung được cạo cẩn thận bằng dao sắc.
Hàm lượng chl-a của Periphyton (g/ cm2) được phân tích hàng tuần bằng cách tách sắc tố thành từng mảnh từ chất nền nhân tạo (24,0 cm2). Màng được đặt trong chai chứa 12 ml axeton 90% và bảo quản trong môi trường tối, lạnh trong 24 giờ. Nồng độ sắc tố được xác định bằng máy quang phổ HACH-DR 5000. Việc tách chiết và phân tích chl-a theo phương pháp 10.300C của APHA (2005).
2.6. Hiệu suất tôm
Tốc độ tăng trưởng (g/tuần), tỷ lệ sống (%), sinh khối cuối cùng (kg/ m3) và tỷ lệ chuyển đổi thức ăn (FCR) được sử dụng để đánh giá hiệu suất nuôi cấy. Sinh khối thả giống ban đầu được trừ khỏi sinh khối cuối cùng khi tính FCR. 30 con tôm được lấy mẫu trên mỗi đơn vị thí nghiệm 2 lần/ tháng. Sau khi cân, tôm được đưa trở lại bể tương ứng.
Do tỷ lệ tử vong được quan sát thấy trong bể D473 nên các phân tích vi khuẩn đã được tiến hành đối với tôm được sử dụng trong nghiệm thức này. Máu huyết được thu thập bằng cách đưa một kim 21 G (được làm lạnh trước ở 4℃ để tránh đông máu) kết hợp với ống tiêm 1 mL, vào xoang bụng tôm. Mẫu hemolymp (10 L) được phết trên môi trường thạch TCBS (Thiosulphate Citrate Bile Salt Sucrose, Oxoid) trong điều kiện vô trùng để kiểm tra tải lượng Vibrio spp. Tổng số đơn vị hình thành khuẩn lạc được phân tích 24 giờ sau khi ủ ở 30℃.
2.7. Phân tích thống kê
Phân tích ANOVA một chiều với các biện pháp lặp đi lặp lại đã được sử dụng để phân tích hoạt động của vi sinh vật trên chất nền nhân tạo. Sự hiện diện hoặc không có các mảnh chất nền trong chai ủ được coi là yếu tố chính và số tuần tăng trưởng được coi là yếu tố bổ sung (Gomez và Gomez, 1984). Thử nghiệm thống kê tương tự đã được sử dụng để kiểm tra sinh khối Periphyton ở các độ sâu nước khác nhau. Độ sâu của nước (7,5, 25,0 và 45,0 cm) được coi là yếu tố chính và tuần nuôi (1, 3 và 5) là yếu tố bổ sung. Sự khác biệt đáng kể giữa các nghiệm thức và giữa các tuần tăng trưởng được phân tích bằng thử nghiệm Tukey (Zar, 2010). Sự tương tác đáng kể giữa nghiệm thức và thời gian nuôi được đánh giá bằng thử nghiệm Tukey.
Phân tích ANOVA hai chiều được áp dụng để phân tích hiệu suất của tôm. Sự hiện diện hay vắng mặt của chất nền nhân tạo và mật độ thả tôm là những yếu tố được phân tích. Sự khác biệt đáng kể giữa các nghiệm thức và tương tác của chúng được phân tích bằng thử nghiệm Tukey (Zar, 2010).
Phân tích ANOVA hai chiều với các biện pháp lặp lại được áp dụng trong phân tích các thông số chất lượng nước và chl-a trong nước. Sự hiện diện hay vắng mặt của chất nền nhân tạo và mật độ thả tôm là những yếu tố chính và số tuần nuôi là một yếu tố bổ sung (Gomez và Gomez, 1984). Một số biến được thu thập trong khoảng thời gian ngắn hơn một tuần, nhưng ANOVA chỉ được áp dụng cho mức trung bình hàng tuần. Sự khác biệt đáng kể giữa các nghiệm thức và giữa các tuần nuôi cấy được phân tích bằng thử nghiệm Tukey (Zar, 2010). Sự tương tác đáng kể giữa nghiệm thức và thời gian nuôi cấy được đánh giá bằng thử nghiệm Tukey.
Tính chuẩn tắc và tính đồng nhất lần lượt được kiểm tra bằng cách sử dụng các thử nghiệm Shapiro–Wilk (Zar, 2010) và Bartlett (Gomez và Gomez, 1984). Dữ liệu phần trăm được phân tích bằng cách sử dụng dữ liệu được chuyển đổi arcsiny0.5 và các biến không thể hiện phương sai đồng nhất sẽ được chuyển đổi thành log (x) hoặc log (x + 1). Dữ liệu chuyển đổi nguồn cấp dữ liệu được phân tích bằng cách sử dụng phân tích ANOVA một yếu tố Kruskal–Wallis một chiều, không tham số theo Thứ hạng. Chúng tôi đã sử dụng gói phần mềm STATISTICA 7.0 (StatSoft Inc. 2004, Tulsa, Oklahoma, USA) trong tất cả các phân tích. Mức ý nghĩa được sử dụng trong ANOVA, trong thử nghiệm Kruskal–Wallis và trong các thử nghiệm so sánh trung bình là 0,05.
3. Kết quả
3.1. Hoạt động của vi sinh vật (nước và chất nền), chất khô và chất diệp lục trên chất nền
Trong các bể có chất nền, tổng sản lượng sơ cấp (GPP), sản lượng ròng của hệ sinh thái (NEP), hô hấp của cột nước và tốc độ nitrat hóa không khác biệt tĩnh đối với các chai được ủ có và không có chất nền nhân tạo (Bảng 1).
Bảng 1. Hoạt động của vi sinh vật liên quan đến chất nền nhân tạo trong bể nuôi L. vannamei (hệ thống biofloc) trong 34 ngày nuôi.
Giá trị là phương tiện ± SD. Một mẫu mỗi tuần của ba bể lặp lại.
† Chai BOD chứa nước từ bể D238 + S (238 tôm m−3 có chất nền) và D473+S (473 tôm m−3 có chất nền) được ủ không có (nước) và có (nước + chất nền) chất nền nhân tạo. GPP, tổng sản lượng sơ cấp; NEP, sản xuất hệ sinh thái ròng.
1 Phân tích ANOVA một chiều với các phép đo lặp lại được áp dụng cho tất cả các tham số cho từng mật độ, a/p (sự vắng mặt hoặc sự hiện diện của các mảnh chất nền trong chai ủ),
ns: không đáng kể (P > 0,05).
Lượng chất khô và chl-a trên bề mặt được chỉ ra trong Bảng 2. Cả chất khô và chl-a trên bề mặt đều bằng nhau về mặt thống kê ở ba độ sâu nước được phân tích (P > 0,05). Tỷ lệ chất khô không tro trong vi khuẩn không khác biệt đáng kể giữa các nghiệm thức (P > 0,05) và có giá trị trung bình là 47,2 ± 2,0% và 49,7 ± 1,6% lần lượt đối với các bể có 238 và 473 con/m3.
Bảng 2. Hàm lượng chất khô và chlorophyll-a trong vi khuẩn trong bể nuôi tôm L. vannamei với 238 và 473 con /m3 với chất nền nhân tạo trong suốt 34 ngày nuôi.
3.2. Thông số chất lượng nước và chlorophyll-a trong nước
Nhiệt độ nước được duy trì ở mức 29,6 ± 0,1℃ vào buổi sáng và 29,7 ± 0,1℃ vào buổi chiều. Độ mặn trung bình của các nghiệm thức là 35,3 ± 0,2. Không có sự khác biệt đáng kể về nhiệt độ và độ mặn ở các nghiệm thức (P > 0,05). Nồng độ oxy hòa tan vào buổi sáng và buổi chiều khác nhau về mặt thống kê giữa các nghiệm thức, nhưng giá trị trung bình nằm trong khoảng 5,4 đến 5,7 mg/L cho tất cả các nghiệm thức (Bảng 3). Giá trị pH của nước khác nhau đáng kể giữa các nghiệm thức (Bảng 3). Sự khác biệt đáng kể về độ kiềm do mật độ thả giống và sự hiện diện của chất nền xảy ra lần lượt ở tuần thứ hai và thứ ba và tuần thứ tư và thứ năm (Bảng 3). Độ kiềm được hiệu chỉnh trong quá trình nuôi cấy bằng canxi hydroxit: 164,1 ± 16,8 g đối với D238; 235,3 ± 20,7 g đối với D238 + S; 207,0 ± 7,9 g đối với D473 và 352,5 ± 19,8 g đối với D473 + S.
Không có sự khác biệt đáng kể về nồng độ orthophosphate (PO43− – P) giữa các nghiệm thức (Bảng 3). Nồng độ amoniac và nitrit không khác nhau giữa các bể có và không có chất nền (Bảng 3). Nồng độ nitrat bị ảnh hưởng bởi sự hiện diện của chất nền nhân tạo và mật độ thả giống (Bảng 3). Bể có nhiều tôm và chất nền hơn có nồng độ nitrat cao hơn.
Tổng chất rắn lơ lửng (TSS) khác nhau đáng kể giữa các nghiệm thức và các tuần tăng trưởng (Bảng 3). Đối với tất cả các nghiệm thức, TSS tăng lên cho đến tuần thứ ba, sau đó giảm dần sau khi sử dụng bể lắng. Tỷ lệ trung bình của chất rắn lơ lửng dễ bay hơi ở các nghiệm thức là 57,6 ± 1,3% và không có sự khác biệt đáng kể giữa các nghiệm thức (P > 0,05). Độ trong của nước chỉ thể hiện sự khác biệt theo thời gian (Bảng 3). Nồng độ chl-a trong nước cao hơn (P < 0,05) trong các bể không có chất nền bắt đầu từ tuần nuôi thứ ba (Bảng 3).
Nước không được trao đổi trong quá trình nuôi; tuy nhiên, lượng nước bị mất do bay hơi trong quá trình loại bỏ chất rắn đã được thay thế. Lượng nước thêm vào bể không khác biệt đáng kể giữa các nghiệm thức. Trung bình, 173,1 ± 11,6 L được thêm vào mỗi bể trong quá trình thí nghiệm.
3.3. Hiệu suất tôm
Trọng lượng cuối cùng trung bình và tốc độ tăng trưởng cao hơn đáng kể ở các bể có chất nền và các bể có mật độ thả thấp hơn (Bảng 4). Tôm được nuôi ở mật độ 238 con/ m3 với sự có mặt của chất nền cho thấy mức tăng trọng là 1,40 ± 0,05 g/ tuần. Tôm nuôi ở mật độ 473 con/m3 với chất nền nhân tạo tăng trưởng 1,20 ± 0,04 g/ tuần và những tôm ở mật độ 238 con/ m3 không có chất nền có tốc độ tăng trưởng 0,73 ± 0,04 g/ tuần.
Sự hiện diện hay vắng mặt của chất nền nhân tạo và mật độ thả nuôi ảnh hưởng đến tỷ lệ sống của tôm và sự tương tác giữa các yếu tố này cũng rất đáng kể (Bảng 4). Sự hiện diện của chất nền đã làm tăng tỷ lệ sống của tôm chỉ trong các bể có 473 con/m3. Khi có chất nền nhân tạo, tỷ lệ sống không khác biệt đáng kể. Trong các bể không có chất nền, tỷ lệ sống giảm khi số lượng tôm tăng lên.
Sự hiện diện của chất nền tương ứng với sự gia tăng sản lượng sinh khối tôm ở hai mật độ thả giống (Bảng 4). Trong các bể không có chất nền, mật độ thả tăng dẫn đến sinh khối tôm thấp hơn. Việc chuyển đổi thức ăn không khác biệt có ý nghĩa thống kê giữa các nghiệm thức (Bảng 4).
Theo Rodrigo Schveitzer, Rafael Arantes, Manecas Francisco Baloi, Patrícia Fóes S. Costódio, Luis Vinatea Arana, Walter Quadros Seiffert, Edemar Roberto Andreatta
Biên dịch: Nguyễn Thị Quyên – Tôm Giống Gia Hóa Bình Minh
TÔM GIỐNG GIA HÓA – CHÌA KHÓA THÀNH CÔNG
Xem thêm:
- Nuôi Đa Dưỡng Tích Hợp Tôm Thẻ Chân Trắng Litopenaeus vannamei Và Cá Rô Phi Oreochromis niloticus Trong Hệ Thống Biofloc: Nghiên Cứu Quy Mô Thí Điểm
- Phiên Mã Của Litopenaeus vannamei Ở Ấu Trùng Zoea Và Trưởng Thành Bị Nhiễm Vibrio parahaemolyticus
- Aeromonas hydrophila, Tác Nhân Gây Bệnh Trên Tôm Thẻ Chân Trắng Litopenaeus vannamei Nuôi Nước Ngọt